活性氧（ROS）属于氧代谢的天然副产物，在正常情况下，机体内含量较低。然而，当机体受到损伤刺激时，比如药物毒性或缺氧，ROS水平会急剧增加。一旦超过了机体自身的清除能力，氧化-抗氧化平衡失调，细胞膜受损，最终导致细胞死亡。因此，测定ROS水平有助于评估细胞损伤程度。
在目前的基本原理中，常用的细胞内ROS水平检测方法是DCFH-DA荧光探针法。DCFH-DA能够自由穿过细胞膜，在未被氧化时没有荧光。细胞内的酯酶可将DCFH-DA水解成不能穿过细胞膜的DCFH，从而在细胞内形成积聚。经过ROS氧化作用后，DCFH会转变成有荧光的DCF，其荧光强度与ROS水平成正比。
一、实验流程
以下是流式细胞仪检测贴壁细胞ROS的实验步骤及注意事项。
实验步骤：
1、准备细胞：将目的细胞均匀铺至六孔板中，实验组和对照组分别做相应处理，并预设空白管（即不装载探针）。至细胞密度达到80%-95%。
2、清洗：用PBS将六孔板中细胞分别清洗1-2次，并弃去PBS。
3、消化：用胰酶将六孔板中细胞消下来，移至1.5mlEP管中，并做好标记。
4、离心：1200r，常温，离心5min。
5、探针配制：按照2μl DCFH-DA原液：3ml无血清培养基配制，上下颠倒混匀（注意避光）。
6、加入探针：弃去4中培养基，空白管加入1ml无血清培养基，其余均加入1ml配制好的探针液，并重悬细胞（注意避光）。
7、孵育：37°C避光孵育20min。
8、离心：1200r，常温，离心5min，弃去上清。
9、清洗：用1ml冷PBS清洗，1200r，常温，离心5min，弃去上清，重复2次（注意避光）。
10、上机：将细胞用500μl冷PBS重悬，并移至流式管，上机。
注意事项：
1、消化细胞时，以细胞刚好掉落为好，不可时间过长，避免过度消化造成细胞损伤而影响实验结果。
2、探针配置时，一般按照1：1000用无血清培养基稀释DCFH-DA（终浓度为10Μm），不同的细胞系条件有所不同，需自行摸索。
3、加入探针后，一定要充分混悬细胞，以保证探针完全结合。
4、探针孵育时，每隔3-5min需颠倒混匀。
5、探针孵育时间不同细胞可能会不一样，一般为20-30min。
6、最佳激发波长为488nm，最佳发射波长为525nm。
二、结果分析
FlowJo 是一款流式细胞数据分析软件，通过图像分析细胞的各种变化，利用自带的分析功能，导出可以二次编辑的图形。它可以支持多种格式，并且可以做出质量不错的图。接下来介绍如何对活性氧（ROS）的流式-单染数据分析。
1、导入流式数据（以fcs格式为例）：
将要导入的文件（一个或多个）拖入All Samples中。
2、设置横纵坐标：
根据以下箭头所示位置，将横轴设置为FSC-A：：FSC-A，纵轴设为SSC-A：：SSC-A。
3、调整细胞群：
分别调整以下箭头所示位置，将绝大部分目的细胞调整至视野中。
选择Customize Axis，将细胞群调整至中间位置，点击Apply，横纵轴操作一样。
4、圈出主要细胞群：
点击下图所示位置，点击设门工具，选取目标细胞。
圈出大多数细胞至90%以上。弹出对话框输入细胞名称，点击OK。
5、调整横纵坐标：
双击圈出的细胞群，就可以直观看到所圈出的细胞群。
参考步骤2将横轴改为FL4-A：：APC-A，纵轴更换为Histogram，即X轴选择荧光通道，Y轴选择直方图。
6、将门应用到所有细胞：拖动图8所示的门至上方的All Samples中，即可看到这个门应用到了所有细胞，（如果需要单独应用，则拖到相应的细胞即可。）双击任意一个门，即可看到刚才的直方图。点击上方的左右箭头可以查看其他的样本。
7、绘制图形
点击上方的Layout Editor，出现右侧涂层框。
将一个门拖入涂层窗口中，这样会自动做一张信息图。
将其他的样本依次拖入这个直方图中（如果拖动到页面中就再单独添加一张图），就得到一张叠加图。
点击鼠标右键，在Histograms中可以选择直方图的叠加方式，比较常见的为Offset。
双击流式图，在Specity窗口中点击Smoothing对曲线进行平滑，会好看很多。
通常我们不需要右侧的表格，选中按下Delete进行删除，至此就得到了一张基本可以发表的流式图。
8、导出编辑：
在Layout的File菜单中，点击Export Image。如果使用AI，选择SVG格式；如果使用CorelDraw，使用EMF格式。
