在生物实验中，准确判断DNA和RNA的纯度至关重要，而OD260/OD280的比值是常用的判断依据。
一、比值与纯度的关系
符合要求、纯度高的纯化DNA，其OD260/OD280比值通常在1.6 - 1.8之间。不过实际上，纯DNA的A260/A280应大于1.8。若比值低于此范围，表明样品中蛋白质含量超标；若高于此范围，则可能是样品中含有RNA。对于纯RNA而言，其OD260/OD280比值应在1.7 - 2.0之间，当比值小于1.7时，表明有蛋白质或酚污染；大于2.0时，可能有异硫氰酸残存。当OD260／OD280达到1.9 - 2.0 ，说明RNA居多且纯度已经很高。
二、OD值的计算与含义
一般机器给出的OD260/OD280比值是分子分母同时减OD320所得。我们也可以自行计算该比值，若计算所得在要求范围内，但机器给出的比值异常，可能是OD320偏高，意味着样品可能存在有机物污染，例如酒精未充分挥发。OD即optical density（光密度），其计算公式为OD＝log（1／trans），其中trans为检测物的透光值。吸光度用A表示，与光密度意思相同，计算公式为A＝abc，其中a为吸光系数，单位L/(g·cm)，b为液层厚度（通常为比色皿的厚度，单位cm），c为溶液浓度，单位g/L。影响吸光度的因素主要是b和c，a是与溶质有关的常量，温度通过影响c进而影响A。通常OD260代表核酸的吸光度，OD280代表蛋白质的吸光度，OD230代表其他杂质（如多糖等）的吸光度。
三、核酸抽提试剂对测定的影响
在核酸抽提过程中使用的许多试剂会影响A260和A280读数。例如，少量苯酚 (30 μl/ml) 残留会使A230、A260、A280均变大（差不多增加一倍），但A260/A280和A260/A230均在2左右；少量异硫氰酸胍 (132 μM) 残留使A230变大，而A260、A280几乎不变，所以A260/A280仍在2左右，而A260/A230大大低于2；大量异硫氰酸胍 (2.4 M) 残留会使A230、A260、A280均大幅变大，导致无法准确测定；PEG (6.25%) 残留使A230、A260、A280均变大，且对A230、A260影响更大，所以A260/A280比2大不少，而A260/A230仍在2左右。因此，干净的核酸A260/A230应该在2左右，若在230nm处有强吸收，则提示污染有酚盐离子等有机化合物。
四、比值异常的原因及解决办法
（一）蛋白质污染
确保在操作过程中不要吸入中间层及有机相。可以减少起始样品量，保证裂解完全、彻底。加入氯仿后要充分混匀，并且保证离心分层的离心力和时间足够。如果所得RNA的OD260/OD280比值偏低，可用氯仿重新抽提一次，再进行沉淀、溶解操作。
（二）苯酚残留
同样要确保不吸入中间层及有机相，加入氯仿后充分混匀，保证离心分层的离心力和时间充足。
（三）多糖或多酚的残留
一些特殊的组织和植物中多糖、多酚含量较多，这些残留会导致OD260/OD280比值偏低。因此，从这类材料中提取RNA时，需要特别注意多糖、多酚杂质的去除。
（四）设备限制
测定OD260及OD280数值时，要使OD260读数在0.1 - 0.5之间，此范围线性最好。测OD值时，对照及样品稀释液建议使用10mM Tris，pH7.5，用水作为稀释液会导致比值偏低。另外，比值低可能有蛋白污染，高了可能有DNA污染。建议抽提的RNA分三管，两管保存，另一管用来跑胶和测定OD，跑胶是最直观的检测方法，使用1%的胶即可，抽提后马上跑胶，一般RNA不会降解很多，设备材料不需要去酶处理。若od比低，可能是溶解时用的水的PH值偏酸，可以试着将其调到8.0左右再进行测定。
